La marchitez bacteriana (MB) de la papa es causada por Ralstonia solanacearum, anteriormente llamada Pseudomonas solanacearum. La bacteria ataca a mas de 200 especies de plantas siendo las mas susceptibles, la papa, el tabaco, el tomate, la berenjena, el ají, el pimiento, el platano y el maní. La MB de la papa se encuentra predominantemente presente en las zonas altas y frías de los trópicos (hasta 3,400 m.s.n.m.) donde se encuentra principalmente la raza 3 que ataca a pocas especies de plantas. En regiones bajas con climas cálidos esta enfermedad es causada por la raza 1 que además afecta a muchos otros hospedantes.
El síntoma típico es la presencia de mucus (pus) bacteriano en los “ojos” de los tubérculos infectados al cual se adhiere tierra, en caso de infecciones severas.
Los tubérculos-semilla infectados constituyen el medio principal para la diseminación de R. solanacearum. El desarrollo de MB depende principalmente de la temperatura y la humedad. Las temperaturas mayores a 25º C de promedio en las zonas bajas o intermedias, favorecen la multiplicación de la bacteria y el desarrollo de síntomas de MB. Sin embargo en zonas altas y frías (mayores a 2500 msnm), la bacteria no se multiplica pero se mantiene viva o latente en la papa aunque las plantas infectadas puedan o no mostrar síntomas, y transmitirla a los tubérculos en los cuales se mantienen en forma latente, produciendo severos brotes de la enfermedad cuando estos tubérculos se siembran en lugares cálidos.
El patógeno puede sobrevivir en el suelo (en restos de plantas) y en la rizosfera de otros hospedantes (malezas, otros cultivos susceptibles y plantas voluntarias de papa). Además, el suelo adherido a las herramientas, los zapatos / sandalias o pies de las personas o el tránsito de los animales es una fuente de contaminación de la MB. Las picotas, azadones y arados usados en la siembra, el aporque y la cosecha, como están en contacto con la tierra, también pueden llevar la enfermedad hasta las parcelas sanas. La bacteria entra a las raíces por las heridas hechas por las herramientas durante el cultivo, heridas naturales, así como las producidas por nematodos e insectos. También se puede diseminar la bacteria de la planta enferma hacia sus vecinas con el agua de riego contaminada o el agua de escorrentía superficial después de la lluvia.Los tubérculos semilla se pueden contagiar cuando están llevadas en las mismas bolsas usadas para llevar los tubérculos enfermos.
El método tradicional para detectar una infección del tubérculo consiste en incubarlo durante 3 a 4 semanas alrededor de 30°C, y observar si existe o no exudado en los ojos o cortar el tubérculo transversalmente para observar la presencia de exudado en el anillo vascular. Sin embargo, este método toma mucho tiempo y espacio y puede que no detecte las infecciones leves o que se produzcan pudriciones causadas por otros patógenos. Por esta razón, el CIP ha desarrollado una técnica simple, sensible, rápida y económica llamada ELISA-NCM (prueba inmunoenzimática en membrana de nitrocelulosa) que permite detectar la infección latente en tubérculos-semilla. Este kit se está distribuyendo a los programas de semilla en todo el mundo para el control de calidad o certificación de la semilla y para la investigación (evaluación de las variedades en busca de resistencia a MB, desarrollo de componentes de control y estudios de epidemiología de la enfermedad o sea supervivencia y diseminación del patógeno).
El saneamiento y las prácticas culturales tienen como fin evitar o limitar la supervivencia y diseminación del patógeno. Por lo general, estas mismas medidas se usan para controlar otras enfermedades y plagas de la papa.
Las plantas marchitas de papa deben ser eliminadas del campo tan pronto aparezcan, para evitar que contagien a las plantas vecinas. Se debe sacar las plantas enfermas con MB mas los tubérculos y el suelo de su alrededor, llevándolos fuera de la parcela en una bolsa plástica o de yute para no dejar caer el suelo contaminado. Luego se entierran en un hoyo fuera de la parcela y en un lugar alejado de los canales de riego.Se recomienda eliminar las malezas porque la bacteria sobrevive en muchas especies de malezas.
A la cosecha se deben recoger los restos de cosecha y darles a los animales y recoger los tubérculos podridos y enterrarlos en un hoyo fuera de la parcela y en lugares alejados de los canales de riego.
Opcionalmente, se puede reducir las actividades de labores culturales para evitar el daño de las raíces de las plantas para que la bacteria no ingrese fácilmente a la planta, como hacer un solo aporque durante el período vegetativo.
Después de cada labor cultural se deben lavar las herramientas y las abarcas y zapatos para evitar contagiar otras parcelas de papa.
Así mismo se debe evitar el flujo del agua de riego de un campo infestado hacia los campos vecinos.
No se deben sembrar cultivos susceptibles como todas las solanáceas (papa, tomate, pimiento, rocoto, ají, berenjena, tabaco). Se puede rotar con cereales (maíz, trigo, cebada), pastos u otros cultivos no susceptibles como camote, col, coliflor, zapallo, apio, ajo, poro, cebolla, zanahoria, arveja, frejol, etc.
Es recomendable rotar al menos con 2 cultivos no susceptibles cuando la incidencia de MB en el cultivo de papa anterior fue menor a 20%. Estos dos cultivos no hospedantes pueden ser sembrados en 1 o 2 años dependiendo de la disponibilidad de riego. Si la incidencia fue superior al 20% se debe rotar con más de 3 cultivos, según el nivel de incidencia de MB. Luego recién puede sembrar tubérculos-semilla sanas, si es posible variedades de papa identificadas como moderadamente resistentes o tolerantes en la zona (Ver abajo).
Para mantener o mejorar la fertilidad de los suelos, durante la rotación debemos intercambiar diferentes cultivos de una siembra a otro, con leguminosas.Se puede remover y exponer el suelo al sol o al frío durante los meses mas calientes o fríos, dependiendo de la zona. Esta práctica se puede repetir dos veces según disponibilidad de recursos económicos y humanos para la mano de obra.
Se sabe que existe una interacción entre el nematodo del nudo de la raíz (Meloidogyne incognita) y R. solanacearum, porque durante su ataque, el nematodo causa heridas en las raíces de la papa, facilitando de este modo el ingreso de la bacteria y de este modo causar la marchitez bacteriana; por lo tanto es necesario controlar al nematodo mediante la aplicación de enmiendas orgánicas y rotaciones con cultivos no hospedantes.
El uso de variedades moderadamente junto con el abastecimiento de tubérculos-semilla libre de MB debe formar parte de un programa de manejo integrado de la MB. En estas condiciones, el uso de variedades moderadamente resistentes podría tener un impacto en la producción de papas de consumo y en la seguridad alimentaría en zonas endémicas de la MB.
1 Ejemplo: mezclar 100 cc de lejía o “lavandina” comercial que viene al 6% de hipoclorito de sodio con 6 litros de agua.
Allen, C., P. Prior and A.C. Hayward (Eds.), 2005. Bacterial Wilt Disease and the Ralstonia Solanacearum Species Complex. APS Press, St. Paul, Minnesota USA, 510 p.
Bentley, J., A. Paz, G. Juanes, J. E. Martínez, H. Equise, J. L. Quiruchi, R. Rioja, O. Barea, R. Salinas & G. Thiele, 2003. El Taller Comunitario y la Radio, una Experiencia en Bolivia. LEISA Revista de Agroecología 19:42-45.
Bentley, J.W., S. Priou, P. Aley, J. Correa, R. Torres, H. Equise, J.L. Quiruchi and O. Barea, 2005. Method, Creativity and CIALs. International Journal of Agricultural Resources, Governance, and Ecology, 5(1): 90-105.
Elphinstone, J. G., Hennessy, J., Wilson, J.K. and D. E. Stead. 1996. Sensitivity of different methods for the detection of Pseudomonas solanacearum (Smith) in potato tuber extracts. EPPO/OEPP Bulletin 26: 663-678.
French, E.R. 1994. Integrated control of bacterial wilt of potatoes.CIP Circular 20: 8-11.
French, E.R. 1994. Strategies for integrated control of bacterial wilt of potatoes. In Bacterial wilt: the disease and its causative agent Pseudomonas solanacearum (eds. Hayward, A. C. and Hartman, G. L.) p. 199-207, CAB International, Wallingford (Reino Unido).
French, E. R, Gutarra, L., Aley, P. and J.G. Elphinstone, 1995. Culture media for Ralstonia solanacearum isolation, identification and maintenance. Fitopatología 30: 126-130.
French, E.R., Anguiz, R. and Aley, P. 1997. The usefulness of potato resistance to Ralstonia solanacearum, for the integrated control of bacterial wilt. In Bacterial wilt disease: Molecular and ecological aspects (eds. Prior P., Allen C. and Elphinstone J.) pp. 381-385. INRA edn, Springer Verlag, Berlin (Germany).
Hayward, A.C. 1991. Biology and epidemiology of bacterial wilt caused by Pseudomonas solanacearum. Annu. Rev. Phytopathol. 29: 65-87.
Hayward, A. C. and G.L. Hartman (Eds). 1994. Bacterial wilt: the disease and its causative agent Pseudomonas solanacearum. 259 p. CAB International, Wallingford (Reino Unido).
Lemaga, B., R. Kakuhenzire, B. Kassa, P.T. Ewell, and S. Priou, 2005. Integrated control of potato bacterial wilt in Eastern Africa: The experience of African Highlands Initiative. pp. 145-157. In: Bacterial Wilt Disease and the Ralstonia solanacearum Species Complex. C. Allen, P. Prior and A.C. Hayward (Eds.). APS Press, St. Paul, Minnesota USA, 510 p.
Martin, C. and E.R. French. 1985. Bacterial wilt of potato: Pseudomonas solanacearum. Technical Information Bulletin 13, 8 p. Centro Internacional de la Papa, Lima, Perú.
Prior, P., Allen, C. and J. Elphinstone (Eds). 1998. Bacterial wilt disease: molecular and ecological aspects. 447 p. INRA edn, Springer Verlag, Berlin (Alemania).
Priou, S., L. Gutarra and P. Aley, 1999. Highly sensitive detection of Ralstonia solanacearum in latently infected potato tubers by post-enrichment ELISA on nitrocellulose membrane. EPPO Bulletin / Bulletin OEPP 29: 117-125.
Priou, S., Gutarra, L., Fernandez, H. and P. Aley. 1999. Sensitive detection of Ralstonia solanacearum in latently infected potato tubers and soil by postenrichment ELISA. CIP Program Report 1997-98, p. 111-121, International Potato Center, Lima, Perú.
Priou, S., Aley, P., Chujoy, E., Lemaga, B. and E.R. French. 1999. Integrated management of bacterial wilt of potato. CIP slide training series (57 slides and a 30 page-guide in English and Spanish). International Potato Center, Lima, Perú.
Priou, S., R. Torres, A. Villar, L. Gutarra and F. de Mendiburu, 2001. Optimization of sample size for the detection of latent infection by Ralstonia solanacearum in potato seed tubers in the highlands of Peru. Potato Research 44: 349-358.
Priou, S., C. Salas, F. de Mendiburu, P. Aley and L. Gutarra, 2001. Assessment of Latent Infection Frequency in Progeny Tubers of Advanced Potato Clones Resistant to Bacterial Wilt: A New Selection Criterion. Potato Research 44: 359-373.
Priou, S., O. Barea, H. Equise & P. Aley, 2004. Capacitación e investigación participativa para el manejo integrado de la marchitez bacteriana de la papa. Experiencias en Perú y Bolivia. CIP-PROINPA-DFID; Centro Internacional de la Papa (CIP), Lima, Perú, 85 p.
Priou, S., P. Aley, and L. Gutarra, 2005. Assessment of resistance to bacterial wilt in CIP advanced potato clones. pp. 261-267. In: Bacterial Wilt Disease and the Ralstonia solanacearum Species Complex. C. Allen, P. Prior and A.C. Hayward (Eds.). APS Press, St. Paul, Minnesota USA, 510 p.
Priou, S., L. Gutarra and P. Aley, 2006. An improved enrichment broth for the sensitive detection of Ralstonia solanacearum (biovar 1 and 2A) in soil using double-antibody sandwich enzyme-linked immunosorbent assay. Plant Pathology 55: 36-45.